공유결합 라이신의 광범위한 발생

Nature Chemical Biology 18권, 368~375페이지(2022)이 기사 인용

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우리는 최근 질소-산소-황(NOS) 공유 결합이 있는 단백질에서 라이신-시스테인 산화환원 스위치의 발견을 보고했습니다. 여기에서 전체 단백질 구조 데이터베이스에 대한 체계적인 조사를 통해 NOS 브리지는 모든 생명체 영역의 단백질에서 어디에나 존재하는 산화환원 스위치이며 다양한 구조 모티프와 화학적 변형에서 발견된다는 사실이 밝혀졌습니다. 여러 경우에 라이신은 두 개의 시스테인과 동시에 결합하여 3가 질소와 황-산소-질소-산소-황(SONOS) 다리를 형성하는 것으로 관찰되며, 이는 특이한 기본 분기 교차 결합을 구성합니다. 많은 단백질에서 NOS 스위치에는 효소 촉매 작용이나 기질, DNA 또는 효과기의 결합에서 직접적인 역할을 하는 기능적으로 필수적인 라이신이 포함되어 있으며 라이신 화학과 산화환원 생물학을 규제 원리로 연결합니다. NOS/SONOS 스위치는 중증 급성 호흡기 증후군 코로나바이러스 2(SARS-CoV-2)를 포함하여 인간 및 식물 병원체의 단백질에서 자주 발견되며, 또한 생리학적 및 생리적 측면에서 유전자 발현, 산화환원 신호 전달 및 항상성에 역할이 확립된 많은 인간 단백질에서도 발견됩니다. 병리생리학적 조건.

활성 산소종(ROS)은 생명의 모든 영역에서 산화환원 신호 전달의 핵심이며 세포 성장, 발달, 신진대사, 노화 및 병원체 감염과 같은 스트레스 조건에 대한 반응을 결정적으로 제어합니다1,2,3,4. 높은 수준에서 ROS는 암, 신경퇴행성 질환, 염증 및 자가면역 질환을 포함한 수많은 병리와 관련된 산화 스트레스를 유발합니다5,6. 산화환원 신호전달 및 산화 스트레스의 기본 분자 메커니즘은 주로 산화환원 민감성 단백질의 시스테인 잔기의 화학적 변형에 기인합니다. 주요 반응은 두 시스테인 사이의 이황화물 가교 형성 또는 개별 시스테인의 산화, 글루타티오닐화 및 니트로실화입니다7,8. 우리는 최근 변화하는 산화환원 조건에 반응하여 효소 활성을 조절하는 공유결합 NOS 가교를 갖는 알로스테릭 라이신-시스테인 산화환원 스위치의 발견을 보고했습니다(그림 1)9. Neisseria gonorrhoeae의 산화환원 민감성 효소 트랜스알돌라제에서 단백질 표면의 인접한 잔기 Lys 8 및 Cys 38의 측쇄는 산화 조건에서 NOS 교차 결합을 형성하여 '구조적 누화'를 통해 효소 활성의 손실을 초래합니다. 활성 사이트. 환원 조건에서는 가교가 해제되고 효소 활성이 회복됩니다. 이 라이신-시스테인 가교가 단백질의 광범위한 규제 산화환원 변형인지 아니면 연구된 트랜스알돌라제 단백질의 특정 특징인지는 불분명한 상태로 남아 있었습니다9.

a, 후속 산화 단계에서 ROS 또는 산소에 의한 NOS 및 SONOS 산화환원 가교 형성의 구조 및 반응 방식. b, 이황화물이 NOS 브리지와 평형을 이루고 있는 '혼합' NOS-이황화물 산화환원 스위치의 제안된 구조. c, 실험적으로 결정된 단백질 구조에서 관찰된 바와 같은 분자내 및 분자간 가교를 보여주는 NOS 브릿지의 토폴로지. d, 실험적으로 결정된 단백질 구조에서 관찰된 바와 같은 분자내 및 분자간 가교를 보여주는 SONOS 브릿지의 토폴로지. 라이신과 두 개의 시스테인이 세 가지 다른 단백질에 의해 기여되는 SONOS 브리지는 아직 확인되지 않았습니다. 문자 A, B 및 C는 서로 다른 단백질을 나타냅니다.

여기에서 우리는 검출되지 않은 라이신-시스테인 교차 결합이 있는 단백질에 대해 이용 가능한 단백질 구조 데이터베이스를 체계적으로 채굴하고 신진 대사, 유전자 발현, 신호 전달, 유비퀴틴 경로, DNA 복구 및 산화 환원 항상성. 이러한 발견은 산화환원 신호 전달, 산화 스트레스 및 많은 인간 질병 상태와 관련하여 광범위한 생물학적 의미를 갖습니다.

10. Hereby, the N–S distances are slightly reduced but only down to 3.05 Å (Supplementary Fig. 3). This state was, however, less stable than the charge-neutral Lys(NH2)/Cys(SH) even up to dielectric constants mirroring water (within the limits of our model), leading to proton transfers. The computational results signal a clear difference between the various types of interactions, with the lowest energy distributions showing no overlap. The results are also consistent independent of the relative positioning of the two residues./p>3.2 Å). We identified 266 deposited structures with ~400 potential NOS bridges (Supplementary Data 1) and manually inspected the putative lysine–cysteine cross-link site in all of the structures, for which structure factors and electron density maps were available. To eliminate a potential model bias, we also calculated mFo–DFc omit difference electron density maps, where the NOS bridge residues had been excluded from the structural models (representative examples are shown in Extended Data Fig. 3). The corresponding lysine and cysteine residues were modeled without a cross-link in almost all deposited structures, with a methylene bridge in very few structures and with an NOS link in one structure except our own structures. We remodeled both residues with a covalent cross-link either as an NOS bridge or, alternatively, as a direct N–S linkage (sulfenamide) using geometrically parametrized restraints obtained by our quantum chemical calculations. We consider formation of a methylene (N–CH2–S) bridge as highly unlikely, as previously discussed by us and others9,13. We then re-refined the structures and compared the obtained models and electron density maps for the three alternative scenarios: (1) a covalent NOS linkage, (2) a covalent N–S linkage and (3) a non-covalent hydrogen-bond interaction (as deposited). In ~150 datasets, the existence of an NOS bridge is very likely (~100) or possible (~50), while a non-covalent hydrogen-bonding interaction or direct N–S linkage can be relegated in these datasets to a minor probability (Supplementary Data 1). In a few datasets, the electron density maps clearly indicate the presence of a cross-link, but the quality is insufficient to discriminate between an NOS bridge and a direct N–S bond (sulfenamide; Supplementary Data 1). Proteins likely or possibly containing NOS cross-links and corresponding homologs are found in all domains of life (Extended Data Fig. 4). Proteins from human or plant pathogens (Supplementary Table 2) and human proteins (Supplementary Table 3) are summarized individually./p>

3.2 Å, we considered a cutoff at 3 Å to be a robust discriminator between covalent and non-covalent cysteine–lysine interactions. A total of 285 PDB entries with ~400 potential NOS/SONOS bridges were identified; for 266 of these, the corresponding structure factors were deposited. We examined all entries manually and inspected the potential NOS/SONOS redox switch sites. We also calculated mFo–DFc electron density OMIT maps to eliminate model bias using PHENIX.POLDER59, omitting all entities constituting the suggested bridge. In case the electron density maps indicated the presence of a covalent cross-link between the lysine N atom and the cysteine S atom, we rebuilt the structural model with an NOS/SONOS bridge and compared the obtained models and electron density maps with those calculated for structures with a non-covalent interaction between the lysine and cysteine side chains. Model building was performed using COOT46, and refinements were done with PHENIX.REFINE45./p>